Siiski viidi läbi ka TLC gaasiversioon. Peeneteralistena kasutatakse peeneteralisi, Al 2 O 3 jt. Need on kaetud klaasi, fooliumi või plaatidega; kihi kinnitamiseks kasutatakse või muud. Prom-Stu toodab juba fikseeritud kihiga valmisplaate. Eluendid on tavaliselt org. lahused, vesilahused, to-t, kompleksi moodustamine jne in-in. Olenevalt kromatograafia valikust süsteemid (mobiilsete ja statsionaarsete faaside koosseis) sisse eraldamine sisse-sisse peamine protsessid võivad oma rolli mängida. Praktikas rakendatakse sageli mitut korraga. eraldusmehhanismid.

Sõltuvalt plaadi asendist ja eluendi voolu suunast eristatakse kasvavat, kahanevat ja horisontaalset TLC-d. Vastavalt töötehnikale eristatakse frontaalanalüüsi (kui analüüsitav segu toimib liikuva faasina) ja üldkasutatavat elueerimisvarianti. Kasutatakse ka "ringikujulist" (kui analüüsitav lahus ja lahusti juhitakse järjestikku plaadi keskele) ja "anti-ringikujulist" TLC-d (kui analüüsitavat lahust kantakse ümber ümbermõõdu ja eluent liigub perifeeriast keskele plaadil), TLC all (kui p-lahusti all lastakse läbi tihedalt pressitud kihiga kaetud kihi), samuti TLC t-ry, koostise jne gradiendi tingimustes. Nn. kahemõõtmeline TLC kromatograafia. protsess viiakse läbi järjestikku kahes vastastikku risti olevas suunas lagunemisega. eluente, mis suurendab eraldamise efektiivsust. Samal eesmärgil kasutatakse mitmekordset elueerimist ühes suunas.

Elueerimisvariandis kantakse kihile tilgad (1-5 μl) analüüsitavat lahust ja plaadi serv sukeldatakse eluenti, mis asub hermeetiliselt suletud klaaskambri põhjas. Eluent liigub mööda kihti kapillaar- ja gravitatsioonijõudude toimel; analüüsitav segu liigub samas suunas. Korduva kordamise tulemusena ja vastavalt koefitsiendile. valitud jaotused eraldatakse ja paigutatakse plaadile eraldi tsoonidesse.

Pärast protsessi lõppu eemaldatakse plaat kambrist, kuivatatakse ja leitakse eraldatud tsoonid. värvimisel või pärast pihustamist lahustega, mis moodustavad värvilisi või fluorestseeruvaid laikekoos eraldatava segu komponentidega. Radioaktiivsed ained tuvastatakse autoradiograafiliselt (plaadile asetatud plaadiga kokkupuutel). Samuti rakendati. ja aktiivsed avastamismeetodid. Saadud pilt kromatograafia jaotusest. tsoonid nimetatakse kromatogramm (vt joonis).

Kromatogramm, mis saadakse kolme komponendi segu eraldamisel õhukese kihi meetodil.

Kromatograafia asukoht Kromatogrammil olevaid tsoone iseloomustab väärtus R f - i-nda komponendi tsooni keskpunkti poolt stardijoonest läbitava tee l i suhe eluendi poolt läbitava tee l: R f = l i /l; R f 1. R f väärtus sõltub koefitsiendist. jaotus () ning liikuva ja statsionaarse faasi ruumalade suhe.

TLC-s eraldumist mõjutavad mitmed tegurid - eluendi koostis ja omadused, olemus ja t-ra, kihi mõõtmed ja paksus, kambri mõõtmed. Seetõttu on reprodutseeritavate tulemuste saamiseks vaja katsetingimused hoolikalt standardida. Selle nõude järgimine võimaldab teil määrata R f suhtelise väärtusega. standardhälve 0,03. Standardtingimustes on R f antud in-va jaoks konstantne ja seda kasutatakse viimase jaoks.

Kromatograafia komponendi arv. tsoon määratakse otse kihil tsooni pindala (tavaliselt selle läbimõõt varieerub vahemikus 3 kuni 10 mm) või selle värvi intensiivsusega (). Kasutage ka automaatset skaneerivad instrumendid, mis mõõdavad valguse neeldumist, läbilaskvust või peegeldumist või kromatograafiat. tsoonid. Eraldatud tsoonid saab koos kihiga plaadilt maha kraapida, komponendi ekstraheerida lahustisse ja analüüsida sobiva meetodiga (fluorestsents, aatomabsorptsioon, aatomfluorestsents, radiomeetriline analüüs jne). Kvantitatiivse määramise viga on tavaliselt 5-10%; avastamise piirid in-in tsoonides -10 -3 -10 -2 μg (värviliste derivaatide puhul) ja 10 -10 -10 -9 μg (kasutades).

TLC eelised: lihtsus, kulutõhusus, seadmete kättesaadavus, kiirus (eraldusaeg 10-100 min), kõrge jõudlus ja eraldamise efektiivsus, eraldustulemuste selgus, kromatograafia tuvastamise lihtsus. tsoonid.

TLC-d kasutatakse nii orgaanilise kui ka inorgandi eraldamiseks ja analüüsimiseks. in-in: peaaegu kõik inorg.

Kromatograafia sisse kaasaegne keemia

Kaasaegse keemia üks olulisi ülesandeid on usaldusväärne ja täpne analüüs orgaaniline aine, mis on sageli struktuurilt ja omadustelt sarnased. Ilma selleta on võimatu läbi viia keemilisi, biokeemilisi ja meditsiinilisi uuringuid, see põhineb suuresti ökoloogilised meetodid analüüs keskkond, kohtuarstlik ekspertiis, aga ka keemia-, nafta-, gaasi-, toiduaine-, meditsiinitööstus ja paljud teised rahvamajanduse sektorid.

Üks tundlikumaid meetodeid on kromatograafiline analüüs, mille pakkus esmakordselt välja vene teadlane M. S. Tsvet 20. sajandi alguses. ja sai sajandi lõpuks võimsaks tööriistaks, ilma milleta ei saa enam hakkama nii sünteetika kui ka muudel aladel töötavad keemikud.

Värvide eraldamine viidi läbi joonisel fig. 1. A-, B- ja C-ainete segu - looduslikud pigmendid, mis paiknesid algselt tsoonis e,- eraldatakse sobiva lahusti D (eluent) lisamisega eraldi tsoonidesse.

Tundub, et nagu ikka, algas kõik kõige lihtsamast asjast, mida iga koolipoiss teha oskas. Varasematel aastatel kirjutasid koolilapsed, sealhulgas käesoleva artikli autor, tindiga. Ja kui blotter langes tindiplekile, siis võis märgata, et tindilahus jagunes sellel mitmeks “esiküljeks”. Kromatograafia põhineb ühe mitmest ainest jaotumisest kahe, nagu öeldakse, faasi vahel (näiteks tahke ja gaas, kahe vedeliku vahel jne) ja üks faasidest on pidevas liikumises, see tähendab, et see on liikuv.

See tähendab, et selline faas, näiteks gaas või vedelik, liigub pidevalt edasi, rikkudes tasakaalu. Veelgi enam, mida paremini see või teine ​​aine on statsionaarses faasis sorbeeritud (absorbeeritud) või lahustuv, seda aeglasem on selle liikumiskiirus ja vastupidi, mida vähem ühend sorbeerub, st omab madalamat afiinsust statsionaarse faasi suhtes, seda suurem on liikumise kiirust. Selle tulemusena, nagu on näidatud joonisel fig. 2, kui meil on algul ühendite segu, siis järk-järgult liiguvad need kõik liikuva faasi poolt tõugatuna erineva kiirusega “finišisse” ja lõpuks eralduvad.

Riis. 2. Kromatograafilise eraldamise põhiprintsiip: NF on kapillaartoru T sisepinda kattev statsionaarse faasi kiht, mille kaudu liigub liikuv faas (MP). Eraldatud segu komponendil A1 on kõrge afiinsus liikuva faasi ja komponendil A2 statsionaarse faasi suhtes. "1 ja A" 2 on samade komponentide tsoonide asukohad pärast ajavahemikku, mille jooksul toimus kromatograafiline eraldumine noolega näidatud suunas

Praktikas süstitakse ainete segu proov näiteks süstlaga statsionaarse faasi kihti ja seejärel liiguvad erinevad segu moodustavad ühendid koos liikuva faasiga (eluendiga). kiht, mida see faas juhib. Liikumiskiirus sõltub komponentide vastasmõju (afiinsus) suurusest statsionaarses ja liikuvas faasis ning selle tulemusena saavutatakse komponentide eraldumine.

Pärast eraldamist tuleb kõik komponendid identifitseerida ja kvantifitseerida. See on kromatograafia üldine skeem.

Tuleb märkida, et see kaasaegne meetod võimaldab mõne minutiga määrata segus kümnete ja sadade erinevate ühendite sisaldust isegi tühistes, ~10–8% “jälgedes” kogustes.

Vaatleme üksikasjalikumalt kromatograafilist analüüsimeetodit. Kromatograafilisi süsteeme saab jagada järgmiste põhimõtete järgi:

– liikuva ja statsionaarse faasi agregatsiooni olek;
– süsteemi geomeetrilised omadused;
– eraldatud aine ja faaside vahelise koostoime mehhanism.

Liikuva faasina kasutatakse gaasi või vedelikku. Tahkeid aineid või vedelikke kasutatakse statsionaarsete või statsionaarsete faasidena.

Faaside paigutuse järgi jagunevad kromatograafilised süsteemid kahte rühma: tasapinnalised ja kolonnilised.

Viimased omakorda jagunevad:

- pakitud, täidetud granuleeritud tahke materjaliga (väikesed pallid), mis on kas eraldusaine või statsionaarse vedelfaasi kandja;
- kapillaar, mille siseseinad on kaetud liikumatu vedeliku kilega või tahke adsorbendi (absorberi) kihiga.

Eraldatava aine ja kromatograafilise süsteemi faaside vahelise interaktsiooni võib läbi viia kas faasi pinnal või kogumas. Esimesel juhul nimetatakse kromatograafiat adsorptsioon, teises levitamine.

Molekulide eraldamise mehhanismid kromatograafilistes süsteemides taandatakse kõige sagedamini järgmistele:

– statsionaarne faas neelab (sorbeerib) eraldatavad ained füüsiliselt;
- statsionaarne faas interakteerub keemiliselt eraldatud ainetega;
- statsionaarne faas lahustab lahusest eraldatavad ained segunematus lahustis;
- statsionaarne faas on poorse struktuuriga, mis takistab selles faasis eraldatavate ainete molekulide difusiooni.

Kromatograafia, mis sai alguse isevalmistatud seadmetest nagu lahustisse kastetud pabeririba, on nüüdseks esindatud kõige keerukamate kaasaegsetel täppis- või täppispõhimõtetel põhinevate ja arvutitarkvaraga varustatud instrumentaalsüsteemidega. Piisab, kui öelda, et üks parimaid arvutifirmasid Hewlett-Packard toodab samaaegselt kaasaegseid kromatograafe.

Kromatograafia protsessi skeem on sisuliselt väga lihtne ja on näidatud joonisel fig. 3. Lisaks sellele vaadeldakse ligikaudu selles järjestuses kromatograafi tööpõhimõtet.

Peamised kromatograafia tüübid

Peamised kromatograafia tüübid on adsorptsioon, ioonivahetus, vedelik, paber, õhuke kiht, geelfiltratsioon ja afiinsuskromatograafia.

Adsorptsioonkromatograafia. Sel juhul toimub ainete eraldamine ainete selektiivse (selektiivse) adsorptsiooni tõttu statsionaarses faasis. Selline selektiivne adsorptsioon on tingitud ühe või teise ühendi afiinsusest tahke adsorbendi suhtes (statsionaarne faas) ja selle omakorda määrab nende molekulide polaarne interaktsioon. Seetõttu kasutatakse seda tüüpi kromatograafiat sageli selliste ühendite analüüsimisel, mille omadused on määratud polaarsete rühmade arvu ja tüübi järgi. Adsorptsioonkromatograafia hõlmab ioonivahetus-, vedeliku-, paberi-, õhukese kihi ja gaasi adsorptsioonkromatograafiat. Gaas-adsorptsioonkromatograafiat kirjeldatakse üksikasjalikumalt jaotises Eluendi analüüs.

Ioonivahetuskromatograafia. kasutatakse statsionaarse faasina. ioonvahetusvaigud(joon. 4) nii veergudena kui ka õhukese kihina plaadil või paberil. Eraldamine toimub tavaliselt vesikeskkonnas, seega kasutatakse seda meetodit peamiselt anorgaanilises keemias, kuigi kasutatakse ka lahustite segusid. Eraldamise liikumapanevaks jõuks on sel juhul lahuse eraldatud ioonide erinev afiinsus statsionaarses faasis vastupidise polaarsusega ioonivahetuskeskuste suhtes.

vedelikkromatograafia. Sel juhul on statsionaarne faas vedelik. Kõige tavalisem juhtum on vedelkolonnkromatograafia adsorptsiooniversioon. Looduslike pigmentide eraldamise näide on näidatud joonisel fig. 5.

Riis. 5. Looduslike pigmentide (flavoonid ja isoflavoonid) kromatograafiline eraldamine

Paberkromatograafia. Statsionaarse faasina kasutatakse ribasid või paberilehti (joonis 6). Eraldamine toimub vastavalt adsorptsioonimehhanismile ja mõnikord toimub see kahes risti olevas suunas.

Õhukesekihikromatograafia on mis tahes süsteem, milles statsionaarne faas on õhuke kiht, eelkõige alumiiniumoksiidi kiht (paksus 2 mm) klaasplaadile kantud pasta kujul. Sellise süsteemi näide ja eraldamise tulemused on näidatud joonisel fig. 7.

Geelfiltratsioon ehk molekulaarsõel, kromatograafia. Selliste süsteemide eraldamise põhimõte on mõnevõrra erinev eelmistest juhtumitest. Statsionaarne faas on materjalid, tavaliselt geelid, mille poorsus on rangelt kontrollitud, mille tulemusena võivad segu mõned komponendid vastavalt molekulide suurusele ja kujule tungida geeliosakeste vahele, teised aga mitte. Kõige sagedamini kasutatakse seda tüüpi kromatograafiat makromolekulaarsete ühendite eraldamiseks. Selle meetodi üheks rakenduseks on eraldatavate ainete molekulmasside määramine, mis on sageli vajalikud keemilisteks uuringuteks (joonis 8).

afiinsuskromatograafia. Seda tüüpi kromatograafia põhineb interaktsioonil aine vahel, ühelt poolt, mis on võimeline reageerima eraldatud ühendiga, ja teiselt poolt, mis on seotud statsionaarse faasi tahke kandjaga. Sellisel ainel on isoleeritud ühendi suhtes afiinsus ja seda nimetatakse afiinsusligandiks.

Kõige sagedamini kasutatakse seda meetodit biokeemilises analüüsis. Näiteks kui valke sisaldavad bioloogilised antigeeniobjektid lastakse läbi tsüaanbromiidiga aktiveeritud tselluloosi, jäävad need spetsiifiliselt alles, nagu on näidatud skeemil 1.

Teise meetodi kohaselt töödeldakse valkude kinnitamiseks tselluloosi hüdroksüülrühma esmalt 2-amino-4,6-dikloro- Sim-triasiin ja seejärel reageerib nende interaktsiooni saadus valgu aminorühmaga vastavalt skeemile 2:

Loomulikult ei ole kromatograafiameetodite arv piiratud ülalloetletutega. Kromatograafiat kombineeritakse sageli teiste füüsikalis-keemiliste meetoditega, näiteks massispektromeetriaga, kuid selle artikli eesmärk on tutvustada lugejale vaid kromatograafia üldpõhimõtteid. Seetõttu kaalume täiendavalt kromatograafia tulemuste töötlemist.

Kromatogrammi arendamise meetodid

Manifestatsioon on eraldatud ainete ülekandmine liikuva faasi poolt. Arendust saab teha kolmel peamisel viisil: frontaalanalüüs, nihkumine ja elueerimine. Elueerimine on kõige laialdasemalt kasutatav.

Frontaalne analüüs. See on kõige lihtsam juhtum, kuna siin toimib proov liikuva faasina. Seda lisatakse süsteemi pidevalt, seega on vaja suuri proovikoguseid. Tulemused on näidatud joonisel fig. üheksa.

Mitme tsooni moodustumine on tingitud erinevate komponentide erinevast afiinsusest statsionaarse faasi suhtes. Lõikeserva nimetatakse esiosaks, sellest ka nimi. Esimene tsoon sisaldab ainult kõige vähem säilinud ainet A, mis liigub kõige kiiremini. Teine tsoon sisaldab ainet A ja B. Kolmas tsoon on ainete A, B ja C segu. Frontaalanalüüsis saadakse ainult komponent A vedelal kujul.

nihke analüüs. Sel juhul on liikuval faasil suurem afiinsus statsionaarse faasi suhtes kui eraldataval ainel. Väike proov viiakse statsionaarsesse faasi. Kuid kõrge afiinsuse tõttu nihutab liikuv faas kõik komponendid välja ja surub neid. See tõrjub välja kõige tugevamalt sorbeeritud komponendi C, mis omakorda tõrjub välja aine B, mis tõrjub välja kõige vähem sorbeeritud komponendi A. Erinevalt frontaalanalüüsist saab seda meetodit kasutada kõigi põhikomponentide saamiseks individuaalsel (vedelal) kujul. .

eluendi analüüs. Soluudi liigutamiseks liikuv faas juhitakse läbi kromatograafilise süsteemi. Eraldumine toimub segu komponentide erineva afiinsuse tõttu statsionaarse faasi suhtes ja sellest tulenevalt nende erineva liikumiskiiruse tõttu. Kromatograafilisse süsteemi sisestatakse väikesemahuline proov. Selle tulemusena moodustuvad järk-järgult komponentidega tsoonid eraldi sektsioonid eraldatakse puhta eluendiga. Tänu kõrgele eraldusefektiivsusele on meetod muutunud enim kasutatavaks ja on suures osas asendanud muud eraldusvõimalused. Seetõttu käsitleme üksikasjalikumalt selle meetodi teooriat ja riistvarakujundust.

Natuke teooriat. Kromatograafilisi protsesse on sageli mugav käsitleda ekstraheerimisprotsesside jadana, sel juhul saab väga sarnaste omadustega aineid eraldada, kuna kromatograafiliste protsesside käigus toimub kiiresti ja samaaegselt sadu ja isegi tuhandeid ekstraheerimistsükleid.

Kromatograafiliste protsesside efektiivsuse hindamiseks, lähtudes destilleerimise teoreetilisest kontseptsioonist (analoogiliselt õli eraldamisega destilleerimiskolonnides, kus teoreetiline plaat vastab destilleerimiskolonni sellele osale, milles aur ja vedelik on tasakaalus), kontseptsiooni tutvustatakse "kõrgus vastab teoreetilisele plaadile"(VETT). Seega käsitletakse kromatograafilist kolonni hüpoteetiliste kihtide (plaatide) kogumina. HETP all mõistetakse tavaliselt sellist kihi paksust, mis on vajalik, et eelmisest kihist tulev segu jõuaks tasakaalu aine keskmise kontsentratsiooniga selle kihi liikuvas faasis. Seda saab kirjeldada järgmise valemiga:

HETT = L/N,

kus L- veeru pikkus, N on teoreetiliste plaatide arv.

HETP on ainete eraldamise kokkuvõtlik omadus. Segu komponentide eraldamine on aga oluline, kuid mitte piisav. On vaja tuvastada iga komponent ja määrata selle kogus proovis. Tavaliselt tehakse seda kromatogrammide töötlemise teel – aine kontsentratsiooniga võrdelise signaali intensiivsuse sõltuvus eraldusajast. Mõned kromatogrammide näited on näidatud joonisel fig. 10, 11.

Kutsutakse aega proovi kolonni süstimisest kuni maksimaalse piigi registreerimiseni säilitusaeg (tR). Optimaalsetes tingimustes ei sõltu see süstitava proovi kogusest ja, võttes arvesse kolonni geomeetrilisi parameetreid, on määratud konkreetse ühendi struktuuriga, st see on komponentide kvalitatiivne tunnus. Komponendi kvantitatiivset sisu iseloomustab piigi suurusjärk, täpsemalt selle pindala. Count tipu pindala tehakse tavaliselt automaatselt integraatorseadmega, mis salvestab nii retentsiooniaja kui ka piigi pindala. Kaasaegsed seadmed võimaldavad kohe hankida arvuti väljatrüki, mis näitab kõigi eraldatava segu komponentide sisaldust.

Kromatograafi töö. Lihtsaima gaasikromatograafi paigaldusskeem on näidatud joonisel fig. 12. See koosneb gaasiballoonist, mis sisaldab liikuvat inertset faasi (kandegaas), kõige sagedamini heeliumi, lämmastikku, argooni jne. Kasutades reduktorit, mis vähendab gaasi rõhku vajaliku tasemeni, siseneb kandegaas kolonni, mis on sorbendi või muu kromatograafilise materjaliga täidetud toru, mis täidab statsionaarse faasi rolli.

Riis. 12. Gaaskromatograafi tööskeem:
1 - õhupall kõrgsurve kandegaasiga; 2 – voolu stabilisaator; 3 ja 3" - manomeetrid; 4 - kromatograafiline kolonn; 5 - proovi süstimise seade; 6 - termostaat; 7 - detektor; 8 - salvesti; 9 - voolumõõtur

Kromatograafiakolonn on kromatograafi "süda", kuna selles segud eraldatakse. Kõige sagedamini on veerud valmistatud klaasist; seal on terasest, teflonist ja ka kapillaarsambad. Proovi süstimise seade paigaldatakse kolonni gaasi sisselaskeava lähedusse. Kõige sagedamini süstitakse proov süstlaga, läbistades kummimembraani. Analüüsitud segu eraldatakse kolonnis ja siseneb detektorisse – seadmesse, mis teisendab eraldustulemused registreerimiseks mugavasse vormi.

Üks enamkasutatavaid detektoreid on kataromeeter, mille tööpõhimõte põhineb erinevate kehade soojusmahtuvuse mõõtmisel.

Joonisel fig. 13 on näidatud kataromeetri diagramm. Silindrilisse õõnsusse asetatakse metallist mähis (takistusniit), mis kuumeneb läbi selle alalisvoolu läbimise. Kui kandegaas voolab läbi selle konstantse kiirusega, jääb mähise temperatuur konstantseks. Kui aga elueeritud aine välimusega muutub gaasi koostis, siis muutub spiraali temperatuur, mille seade salvestab.

Teine levinud detektor on leekionisatsioonidetektor, mille skeem on näidatud joonisel fig. 14. See on palju tundlikum kui kataromeeter, kuid nõuab peale kandegaasi ka vesiniku varustamist. Kolonnist väljuv kandegaas, mis sisaldab eluenti, seguneb vesinikuga ja läheb detektori põleti otsikusse. Leek ioniseerib eluendi molekulid, mille tulemusena elektroodide vaheline elektritakistus väheneb ja vool suureneb.

Vedelikkromatograafias kasutatakse spektrofotomeetrilisi detektoreid (nähtavas, UV ja IR piirkonnas), samuti lahuste murdumisnäitajate mõõtmisel põhinevaid refraktomeetrilisi detektoreid.

Need on sees üldiselt kromatograafilise analüüsi põhitõed. Loomulikult sisaldab artikkel ainult üldised põhimõtted kromatograafiaga ja sageli need lihtsalt märgistatakse. Tegelikult on selle meetodi "köök" üsna suur ja keeruline. peamine eesmärk see artikkel on autori sõnul selleks, et juhtida noorte lugejate tähelepanu sellele võimsale meetodile.

Need, kes soovivad selle valdkonna kohta rohkem teada saada, võivad kasutada allolevat kirjandust.

Kirjandus

Zhukhovitsky A.A., Turkeltaub N.M. Gaasikromatograafia. M.: Gostoptekhizdat, 1962, 240 lk;
Sakodynsky K.I., Kiselev A.V., Iogansen A.V. ja jne. Füüsikalis-keemiline rakendus gaasikromatograafia. M.: Keemia, 1973,
254 lk;
Vedelikkolonnkromatograafia. 3 köites Toim. Z. Deyla, K. Maceka, J. Janaka. Moskva: Mir, 1972;
Berezkin V.G., Alishoev V.R., Nemirovskaja I.B.. Gaasikromatograafia polümeeri keemias. M.: Nauka, 1972, 287 lk.;
Morozov A.A. Kromatograafia anorgaanilises analüüsis. M.: Kõrgem. kool, 1972, 233 lk;
Berezkin V.G., Bochkov A.S.. Kvantitatiivne õhukese kihi kromatograafia. M.: Nauka, 1980, 183 lk.;
Kromatograafia ja sellega seotud meetodite laborijuhend. 2 köites Toim. O. Mikesh. Moskva: Mir, 1982, kd 1–2, 783 lk;
Keskkonna kromatograafiline analüüs. Ed. R. Kirst. M.: Mir, 1979, 606 lk;
Kirchner Yu. Õhukese kihi kromatograafia. 2. köites M.: Mir, 1981, 1. kd, 615 lk, 2. köide, 523 lk;
Ekstraheerimiskromatograafia. Ed. T.Brown, G.Gersini. M.: Mir, 1978, 627 lk.

V. V. Safonov,
Moskva professor
riigitekstiil
akadeemia. A. N. Kosygina

MZRF

FESMU

Üld-, füüsika- ja kolloidkeemia osakond

abstraktne

Õhukese kihi kromatograafia. Taotlus apteegis

Lõpetanud: 201-F rühma õpilane

Danilov D.I.

Kontrollis: Nemov V.A.

Habarovsk, 2005

PLAAN:

Sissejuhatus

TLC füüsikalised ja keemilised alused

Jaotuskromatograafia paberil

Õhukese kihi kromatograafia alused

• sorbendid
• lahustid
• plaadi ettevalmistamine
• testlahenduse pealekandmise tehnika

Kromatograafia

Kuivatusplaadid.

Eraldatud ainete identifitseerimine

TLC meetodi rakendamine farmaatsias

• Triterpeensaponiinide kvantitatiivne määramine HPTLC abil skaneeriva densitomeetria abil
• Perekonna Chin (Lathyrus.) mõnede liikide proovide lipiidide ja flavonoidide koostise uurimine.

Järeldus

Kirjandus

Sissejuhatus

Õhukese kihi kromatograafia (TLC, TLC) on üks enim kasutatavaid kromatograafilise analüüsi meetodeid, kuid kõige vähem populariseeritud.
Vaatamata märkimisväärsetele puudustele, mis eksisteerisid kuni viimase ajani, kasutatakse seda laialdaselt kvalitatiivne analüüs segud, peamiselt tulemuste saamise odavuse ja kiiruse tõttu. Õhukesekihikromatograafia (TLC) töötati algselt välja lipiidide eraldamiseks. Kuigi paberkromatograafia on kiirem kui kolonnkromatograafia, on selle puuduseks see, et paberit saab valmistada ainult tselluloosipõhistest materjalidest, mistõttu see ei sobi mittepolaarsete ainete eraldamiseks. Õhukesekihikromatograafia säilitab kõik paberkromatograafia eelised, kuid võimaldab kasutada mis tahes materjali, mida saab peeneks jahvatada ja seejärel saada homogeenne kiht. See võib olla anorgaanilised ained näiteks silikageel, alumiiniumoksiid, kobediatomiit ja magneesiumsilikaat, samuti orgaanilised ained, eriti tselluloos, polüamiidid ja polüetüleenipulber.

Õhekihikromatograafia füüsikalised ja keemilised alused.

Õhekihikromatograafia aluseks on adsorptsioonimeetod, kuigi leidub ka jaotuskromatograafiat.
Adsorptsioonimeetod põhineb statsionaarses faasis eraldatud komponentide sorptsiooni-desorptsiooni astme erinevusel. Adsorptsioon toimub van der Waalsi jõudude tõttu, mis on füüsikalise adsorptsiooni, polümolekulaarse (adsorbendi pinnale mitme kihi moodustumine) ja kemisorptsiooni (adsorbendi ja adsorbaadi keemiline interaktsioon) toimel.
Tõhusate sorptsiooni-desorptsiooni protsesside jaoks on see vajalik suur väljak, mis seab adsorbendile teatud nõuded. Kell suur pind faaside eraldamine on kiire tasakaalu loomine segu komponentide faaside vahel ja tõhus eraldamine.
Teine õhukese kihi kromatograafia tüüp, mida kasutatakse õhukese kihi kromatograafias, on jaotusvedelikkromatograafia.
Jaotuskromatograafias on mõlemad faasid – liikuvad ja statsionaarsed – vedelikud, mis ei segune omavahel. Ainete eraldamine põhineb nende jaotuskoefitsientide erinevusel nende faaside vahel.
Esimest korda kuulutas õhukese kihi kromatograafia meetod end "paberi õhukese kihi kromatograafiaks", mis põhines komponentide eraldamise jaotusmeetodil.

Jaotuskromatograafia paberil.

Kuna selle meetodi puhul kasutatud kromatograafiline paber (spetsiaalne filterpaber) sisaldab poorides vett (20-22%), kasutatakse teise faasina orgaanilisi lahusteid.
Kromatograafia kasutamisel paberil on mitmeid olulisi puudusi: eraldusprotsess sõltub paberi koostisest ja omadustest, veesisalduse muutus paberi poorides koos säilitustingimuste muutumisega, väga madal kromatograafia kiirus (kuni kuni mitu päeva), tulemuste madal reprodutseeritavus. Need puudused mõjutavad tõsiselt paberkromatograafia kui kromatograafilise meetodi levikut.
Seetõttu võib kromatograafia ilmnemist õhukeses sorbendikihis, st õhukese kihi kromatograafias pidada loomulikuks.

Õhukese kihi kromatograafia alused.

TLC meetodi puhul toimub ainete kromatograafia õhukeses sorbendi kihis, mis on ladestunud tahkele tasasele substraadile. Selle meetodi puhul toimub eraldamine peamiselt sorptsiooni-desorptsiooni alusel.
Erinevate sorbentide kasutamine võimaldas seda meetodit oluliselt laiendada ja täiustada.
Meetodi ilmumise alguses tuli plaadid valmistada iseseisvalt. Kuid tänapäeval kasutatakse peamiselt kokkupandavaid plaate, mille suurus ja kandurid ja aluspinnad on üsna laias valikus.
Kaasaegne kromatograafiline plaat on klaasist, alumiiniumist või polümeerist (näiteks polütereftalaadist) valmistatud alus. Kuna klaasalus on muutumas vähem populaarseks (see puruneb sageli, plaati ei ole võimalik sorbendikihti kahjustamata jagada mitmeks osaks, kaalult raske), kasutatakse kõige laialdasemalt alumiiniumfooliumil või polümeeridel põhinevaid plaate.
Sorbendi kinnitamiseks kasutatakse kipsi, tärklist, silikasooli jne, mis hoiavad sorbendi terad aluspinnal. Kihi paksus võib olla erinev (100 või enam mikronit), kuid kõige olulisem kriteerium on see, et kiht peab olema kõikjal kromatograafilisel plaadil ühtlase paksusega.

Sorbendid

Kõige tavalisem sorbent on silikageel.
Silikageel on hüdraatunud ränihape, mis moodustub mineraalhapete toimel naatriumsilikaadile ja saadud sooli kuivatamisel. Pärast sooli jahvatamist kasutatakse teatud tera suurusega fraktsiooni (märgitud plaadile, tavaliselt 5-20 mikronit).
Silikageel on polaarne sorbent, milles -OH rühmad toimivad aktiivsete tsentritena. See imab pinnalt kergesti vett ja moodustab vesiniksidemeid.
Alumiiniumoksiid. Alumiiniumoksiid on nõrgalt aluseline adsorbent ja seda kasutatakse peamiselt nõrgalt aluseliste ja neutraalsete ühendite eraldamiseks. Alumiiniumoksiidil olevate plaatide puuduseks on pinna kohustuslik aktiveerimine enne kuivatuskapis kasutamist, kui kõrge temperatuur(100-150 0 C) ja kihi madal adsorptsioonivõime võrreldes silikageeliga.
Kobediatomiitmuld on adsorbent, mida saadakse looduslikest mineraalidest: kobediatomiit. Sorbendil on hüdrofiilsed omadused, kuid kihi adsorptsioonivõime on silikageeliga võrreldes väiksem.
Magneesiumsilikaat on vähem polaarne kui silikageel ja seda kasutatakse tavaliselt siis, kui polaarsemad adsorbendid ei anna tõhusat eraldamist.
Tselluloos – õhukesekihilised tselluloosiga kaetud plaadid on väga tõhusad keeruliste orgaaniliste molekulide eraldamisel. Adsorbendiks on peamiselt kuni 50 mikronit läbimõõduga tselluloosipallid, mis on tärklisega kandjale kinnitatud. Kuid nagu paberkromatograafias, on lahusti frondi tõus väga aeglane.
Ioonivahetuskromatograafilistel plaatidel kasutatakse adsorbendina kvaternaarset ammooniumi või ioonivahetuses osalevaid aktiivseid sulforühmi sisaldavaid ioonivahetusvaikusid. Õhekihikromatograafia seda tüüpi plaatidega viiakse läbi liikuvate faasidega, mis sisaldavad tugevaid happeid või leeliseid. Need plaadid on tõhusad makromolekulaarsete ja amfoteersete ühendite eraldamiseks.

Ülaltoodud sorbendid on kõige levinumad, kuid lisaks neile kasutatakse sorbentidena palju aineid. Need on talk, kaltsiumsulfaat, tärklis jne.
Samas saab ka juba mainitud sorbente modifitseerida, et anda neile uued sorptsiooniomadused (sorbentide immutamine reagentidega, nt AgNO 3 , pöördfaasiga plaatide loomine). Just see võimalike faaside mitmekesisus minimaalsete kuludega võimaldab kasutada TLC-d suure hulga ainete kromatograafias.

Lahustid

Õhukesekihikromatograafias kasutatakse liikuva faasina kas puhtaid aineid (etüülatsetaat, benseen jne) või kindlas vahekorras ainete (süsteemide) segusid.
Mobiilse faasi (süsteemi) valimine toimub vastavalt järgmistele reeglitele:

· Vali süsteem, milles eraldatavad komponendid on madala lahustuvusega (kui aine lahustuvus on suur, siis ained liiguvad koos esiosaga, kui lahustuvus on madal, siis jäävad starti). Jaotuskromatograafiaga või pöördfaaside kasutamisel peab ainete lahustuvus liikuvas faasis olema suurem kui statsionaarses faasis.

· Süsteemi koostis peab olema konstantne ja kergesti reprodutseeritav.

· Lahusti või süsteemi komponendid ei tohi olla mürgised ega puudulikud.

· Süsteem peab sarnase struktuuriga ained täielikult eraldama ja Rf-i erinevused peavad olema vähemalt 0,05.

· Süsteem ei tohi põhjustada keemilisi muutusi eraldatavates komponentides.

Valitud süsteemis peavad analüütidel olema erinevaid tähendusi Rf ja jaotatud kogu kromatogrammi pikkusele. On soovitav, et Rf väärtused jääksid vahemikku 0,05-0,85.

· Süsteemi valikul tuleb arvestada ka eraldatavate ainete iseloomu. Seega ei tohiks aluseliste omadustega ainete kromatografeerimisel süsteemil olla happelisi omadusi ja vastupidi.

Plaadi ettevalmistamine

Ostetud plaatide kasutamisel tuleb need esmalt kromatograafiaks ette valmistada. See on tingitud asjaolust, et ladustamise ajal imavad plaadiadsorbendid mitte ainult niiskust, vaid ka muid õhus sisalduvaid aineid. Kromatograafia ajal ettevalmistamata plaatide kasutamisel ilmneb "mustuse" front, mis võib segada suure Rf-väärtusega ainete määramist ning mõned ained, näiteks vesi, võivad muuta liikuva faasi koostist, muutes seeläbi tekkivaid Rf väärtusi. .
Plaatide eelvalmistamine seisneb plaatide dispergeerimises puhta lahustiga kogu plaadi kõrgusele (metanool, benseen, dietüüleeter), millele järgneb plaadi kuivatamine ahjus temperatuuril 110-120 0C 0,5-1 tund. Nii saab korraga valmistada mitu plaati, mis kuivas suletud kohas säilitades säilitavad oma omadused mitu kuud.

Testlahenduste pealekandmise tehnika.

Nagu selgub, pole uuritava aine pealekandmine nii keeruline toiming, kuid samas mõjutab see suuresti kromatograafia tulemusi.
Sageli testitakse kas vedelaid analüüte või tahkete ainete lahuseid ilma eelneva proovi ettevalmistamiseta.
Seetõttu on alati vaja meeles pidada mitmeid punkte, mis lahutamise tulemusi tõsiselt mõjutavad.
Kõige olulisem on kasutatavate ainete kontsentratsioon. TLC puhul on tavaks kasutada lahuste kontsentratsioone umbes 1%. Kuid teisest küljest võimaldab meetodi tundlikkus määrata palju väiksema kontsentratsiooniga aineid.
Kui komponentide kogukontsentratsioon uuritavas aines on teadmata või kontsentratsioon on teada, kuid seda tüüpi ainet ei ole veel kromatografeeritud, tuleb kindlaks teha, milline kogus uuritavat lahust on piisav kvaliteetse kromatograafia jaoks. Selle kindlaksmääramiseks on mitu meetodit.
Esmalt tuleb peale kanda mitu võrdse suurusega, kuid erineva kogustega (näiteks 1, 2, 5 µl) kromatograafilist lahust ning pärast kromatograafiat uurida eraldunud laikude kuju ja suurust.
Niisiis, õigesti valitud kontsentratsiooni korral on eraldatud ainete kuju sama, mis stardijoonele kantud kuju. Kui eraldunud laigud on suuremad kui alguses, siis on rakendatud kontsentratsioon liiga kõrge. "Sabade" ilmumine, plaadil olevate eraldatud laikude ebakorrapärane kuju, võib samuti viidata kõrgele kontsentratsioonile, kuid selle põhjuseks võib olla valesti valitud kromatograafiasüsteem või eraldatud komponentide keemiline interaktsioon.
Valides ladestunud aine koguse ja lahustite süsteemi, on võimalik saavutada ühel plaadil kuni kümne komponendi täielik eraldumine uuritavates ainetes. Proove on mugav kanda spetsiaalsele šabloonide ja soojendusega lauale. Täppide pealekandmine toimub "stardijoonel" 1-2 cm kaugusel plaadi alumisest servast. See on vajalik selleks, et plaadi süsteemi langetamisel proovid selles ei lahustuks ja kogu sadestunud aine kromatografeeritakse.
Lahuste pealekandmine toimub kas mikrosüstla või gradueeritud kapillaaridega. Rakendatava koha suurus ei tohi ületada 4 mm. Selle põhjuseks on asjaolu, et suurema täpi suuruse korral toimub füüsiliste jõudude toimel kuju muutus ja eraldatud komponentide piirid võivad kattuda.
Katseainete plaatidele kandmisega ei tohiks kaasneda sorbendi hävimine (mis omab üsna tugevat mõju eraldumise kvaliteedile), mistõttu tuleks tilk kanda nõela või kapillaari puudutades vastu sorbendi kihti, ja mitte vajutades. Saadud laigu suurust ei mõjuta mitte ainult peale kantud lahuse kogus, vaid ka lahusti polaarsus ja keemistemperatuur. Seega, kui kasutate sama ainet erinevates lahustites, on tekkinud täpp, milles metanooli lahustina kasutati, suurem kui kloroformilahuse täpp. seevastu substraadi kuumutamisel on lahustite aurumine intensiivsem ja ka laikude suurus väheneb.
Kuivade plekkide peale kandmisel on muidugi lihtsam kasutada fööni, kuid ainult siis, kui on täielik kindlustunne, et pealekantavad ained kuuma õhu toimel ei oksüdeeru.
Rakendatavate täppide vaheline kaugus peaks olema umbes 2 cm.
Mõnikord täheldatakse plaatidel kromatograafia ajal servaefekti, mille tulemusena ei asu laigud samal joonel, vaid näevad välja nagu hobuseraua või diagonaalselt. Selle efekti kõrvaldamiseks võib igale kohale "varustada" oma raja, eraldades pealekantud proovi teistest, eemaldades sorbendijoone. Seda on kõige parem teha joonlaua all terava esemega (nt skalpelliga), kuid olge ettevaatlik, et mitte eemaldada liiga palju sorbenti.
Pärast uuritavate ainete plaadile kandmist on vaja saavutada lahustite täielik eemaldamine, kuna isegi väike kogus lahustit uuritavas aines võib mõjutada eraldumist ja isegi muuta kromatograafilise süsteemi koostist.
Lahustite eemaldamine toimub tavaliselt plaatide loomulikul kuivatamisel 5-10 minuti jooksul, kas kuumutades fööniga või ahjus.

Kromatograafia

Õhekihikromatograafial on mitu meetodit, mis on peamiselt seotud lahustite liikumise tüübiga.

Ülespoole suunatud õhukese kihi kromatograafia

Allapoole suunatud õhukese kihi kromatograafia

Horisontaalne õhukese kihi kromatograafia

· Radiaalne õhukese kihi kromatograafia.

Ülesvoolu õhukese kihi kromatograafia

Seda tüüpi kromatograafia on kõige levinum ja põhineb asjaolul, et kromatograafilise süsteemi esiosa tõuseb kapillaarjõudude toimel mööda plaati, s.o. kromatograafilise süsteemi esiosa liigub alt üles. Selle meetodi jaoks kasutatakse kõige lihtsamat varustust, kuna kromatograafiakambrina saab kasutada mis tahes lameda põhjaga ja tihedalt suletava kaanega anumat, millesse saab vabalt asetada kromatograafilise plaadi.
Tõusva õhukese kihi kromatograafia meetodil on mitmeid puudusi. Näiteks esiosa tõusu kiirus mööda plaati toimub ebaühtlaselt, s.t. alumises osas on see kõrgeim ja esiosa tõustes väheneb. Selle põhjuseks on asjaolu, et kambri ülemises osas on küllastus lahusti aurudega väiksem, mistõttu kromatograafiliselt plaadilt aurustub lahusti intensiivsemalt, mistõttu selle kontsentratsioon väheneb ja liikumiskiirus aeglustub. Selle puuduse kõrvaldamiseks kinnitatakse piki kromatograafilise kambri seinu filterpaberi ribad, mida mööda tõusev kromatograafiline süsteem küllastab kambri kogu mahu ulatuses auruga.
Mõnede kromatograafiliste kambrite allosas on jagatud kaheks plaadiks. See täiustus võimaldab mitte ainult vähendada kromatograafilise süsteemi tarbimist (kromatograafilise süsteemi vajaliku kõrguse saamiseks on vaja vähem mahtu), vaid ka kasutada lahusti jaoks täiendavat küvetti, mis suurendab küllastusauru rõhku kambris.
Puuduseks võib pidada ka lahustirinde jälgimise vajadust, kuna lahusti rindejoon võib ülemisse serva “ära joosta”. Sel juhul ei ole enam võimalik Rf tegelikku väärtust määrata.

Allapoole suunatud õhukese kihi kromatograafia

See kromatograafiameetod põhineb sellel, et kromatograafilise süsteemi esiosa laskub üle plaadi peamiselt gravitatsiooni mõjul, s.o. liikuv faasifront liigub ülalt alla.
Selle meetodi puhul kinnitatakse kromatograafilise kambri ülemisse ossa kromatograafilise süsteemiga küvett, millest tahi abil satub kromatograafilisele plaadile lahusti, mis voolab alla ja proov kromatografeeritakse.
Selle meetodi puudused hõlmavad seadmete keerukust. Seda meetodit kasutatakse peamiselt paberkromatograafias.

Horisontaalne õhukese kihi kromatograafia

See meetod on riistvarakujunduses kõige keerulisem, kuid kõige mugavam. Niisiis asetatakse plaat kromatograafilises kambris horisontaalselt ja süsteem juhitakse tahti abil plaadi ühte serva. Lahusti front liigub vastupidises suunas.
Kaamera võimalikult palju lihtsustamiseks on veel üks nipp. Selleks painutatakse kergelt alumiiniumipõhine kromatograafiline plaat ja asetatakse kambrisse. Sel juhul toimib süsteem korraga kahelt poolt. Selleks sobivad ainult alumiiniumist alusplaadid, kuna plastikust ja klaasist alus on "paindumatu", s.t. ei säilita oma kuju.
Selle meetodi eelised hõlmavad asjaolu, et horisontaalses lahtris toimub süsteemi küllastumine auruga palju kiiremini, eesmine kiirus on konstantne. Ja mõlemalt poolt kromatografeerides ei "jookse" eest ära

Radiaalne õhukese kihi kromatograafia.

Radiaalne õhekihikromatograafia seisneb selles, et uuritav aine kantakse plaadi keskele ja sinna juhitakse süsteem, mis liigub plaadi keskelt servani.

Kuivatusplaadid.

Pärast uuritavate ainete eraldamise protsessi plaadid kuivatatakse. See on samuti oluline protsess, sest kui plaadil on isegi jälgi lahustist, on võimalik saada valed kromatograafia tulemused.
Kui kromatograafiline süsteem sisaldas ainult madala keemistemperatuuriga komponente, siis piisab loomulikust kuivatamisest 3-5 minuti jooksul. Kui süsteem sisaldab kõrge keemistemperatuuriga vedelikke (alkoholid, vesi, orgaanilised happed jne), tuleks plaate kuivatada vähemalt 10 minutit või panna plaat ahju.

Eraldatud ainete identifitseerimine.

Kuivatatud plaat on uuritud ainete kromatogramm. Kui ained on värvilised, siis identifitseerimine algab eraldatud ainete värvuse määramisega.
Kuid enamikul juhtudel on eraldatud ained värvitud ja lihtne visuaalne võrdlus pole võimalik.
Õhukese kihi kromatograafia jaoks on mitut tüüpi eraldatud ainete kvalitatiivset analüüsi (identifitseerimist):

· Visuaalsed meetodid ja eraldatud ainete Rf määramine.

Värvireaktsioonid.

· Võrdlus tunnistajatega.

· Füüsikalised ja keemilised identifitseerimismeetodid.

Vaatleme üksikasjalikumalt igat tüüpi kvalitatiivset analüüsi õhukese kihi kromatograafias.

Füüsikalised meetodid

Visuaalseid meetodeid kasutatakse peamiselt eraldatud ainete laikude leidmiseks kromatograafilisel plaadil. Selleks vaadatakse plaati nii nähtavas valguses kui ka ultraviolettvalguse abil (peamiselt valgus lainepikkusega 366 ja 254 nm)
See on identifitseerimise esimene etapp, mis määrab valitud tingimuste kvaliteedi ja kromatograafia tulemused.
Niisiis, olles kindlaks teinud kromatograafia kvaliteedi (eraldatavate ainete "sabade" puudumine või nende täppide kattumine, õige kuju ja suurus, kromatograafiliste radade ühinemise puudumine jne) ja tunnistanud eraldamise sobivaks jaoks edasised uuringud, määrake tuvastatud täppide Rf.

Rf väärtus.

TLC üks peamisi näitajaid on Rf. See parameeter on analoogne retentsiooniajaga ja sõltub nii eraldatavate ainete omadustest, liikuva faasi ja sorbendi koostisest kui ka füüsikalistest parameetritest.
Rf-väärtuse määramine toimub aine läbitud vahemaa ja lahusti frondi poolt läbitud vahemaa suhtena

Rf väärtus on mõõtmeteta väärtus ja selle väärtus on vahemikus 0 kuni 1. Siiski leidub kirjanduses sageli selliseid näitajaid nagu hRf, Rf × 100, mis on samad Rf, kuid korrutatuna 100-ga, et mitte töötada kümnendväärtused.
Rf väärtust ei mõjuta lahustifrondi läbitud vahemaa, kuid paljud meetodid kirjeldavad frondi läbimist 10 cm kauguselt.Seda kasutatakse ainult Rf arvutamise hõlbustamiseks.
Praktikas määratakse alguses lahustirinde läbitav kaugus: stardijoonest (ja mitte plaadi servast) kuni kohani, kus kromatograafia lõpus oli front. Seejärel määratakse kaugus stardijoonest eraldatud aine kohani. Siin mõjutab koha suurus! Lõppude lõpuks, kui plekk on ümara kujuga ja väike suurus, siis on saadud Rf-l selge väärtus. Ja kui saadud laigul on suur suurus või ebakorrapärane kuju, siis sellise koha Rf määramisel võib viga ulatuda 0,1-ni!
Jaotuskromatograafia korral on aine jaotuskoefitsient ja selle Rf seotud seosega:

kus Sp ja Sn- liikuva ja statsionaarse faasi ristlõike pindalad.
Nagu näeme, jaotuskoefitsient konstantse suhtega Sp/Sn on Rf-st proportsionaalselt sõltuv suurus ja selle kaudu saab määrata.

värvireaktsioonid.

Värvireaktsioone õhukese kihi kromatograafias kasutatakse väga laialdaselt. Nende eesmärk on mitte ainult eraldatud komponentide asukoha määramine (töötlemine väävelhappega, joodiaur), vaid ka nii ainete klassi kui ka identifitseerimise määramine (üksikute reaktsioonide olemasolul).
Me ei käsitle siin seda tohutut värvivalikut kvalitatiivsed reaktsioonid, ütleme ainult siis, kui kõik kvalitatiivsed reaktsioonid langevad kokku ja aine saadud Rf väärtused kolmes erinevaid süsteeme kirjanduse andmetega on aine identifitseeritud. Kuigi minu arvates vajab täiendavat kinnitust uuringud mõne muu füüsikalis-keemilise meetodiga.

Tunnistajate võrdlus.

Eeldatava koostisega ainete uuringute läbiviimisel kasutatakse kromatograafiameetodit tunnistaja- tuntud aine. Seda meetodit kasutatakse siis, kui kromatograafilisi tingimusi on raske taluda, kirjanduses puuduvad andmed antud süsteemi või adsorbendi Rf kohta, gradientmeetodi kasutamine jne. Ja värvireaktsioonide läbiviimisel saate võrrelda mitte ainult värve, vaid ka uuritavate ainete ja tunnistajate toone, mis on samuti oluline.
Teisest küljest nõuab see meetod tunnistajatelt lisakulusid.

Kvantitatiivse analüüsi meetodid

Kvantitatiivsel analüüsil õhukese kihi kromatograafias on mitut tüüpi, mis iseloomustavad meetodi igat arenguetappi. Ja kuigi mõnda meetodit saab rakendada ainult poolkvantitatiivselt, kasutatakse neid siiski praktikas.

visuaalne võrdlusmeetod. Nagu eespool mainitud, sõltub laigu värvi intensiivsus ja selle suurus kromatografeeritava aine kogusest. Seetõttu põhineb visuaalne kvantifitseerimine mitmel tehnikal.
Lahjendusmeetod. See meetod seisneb selles, et iga aine jaoks määratakse piirkontsentratsioon, mille juures ainet ei saa kromatograafilise meetodiga määrata. Uuritava aine kromatografeerimisel lahjendatakse seda seni, kuni see enam plaadile ei ilmu.
Selle meetodiga määratud aine C sisaldus leitakse järgmise valemi abil:

kus n- lahjendamine, a– aine kontsentratsioon, mille juures see kromatograafia käigus ei ilmne.
Punkti pindala määramise meetod. Kui kasutada samade koguste uuritavaid aineid ja tunnistajaid, on kromatograafia järel saadud laikude pindalad võrdelised aine kontsentratsiooni logaritmiga. S=a ln c+b

kus a ja b on eksperimentaalselt määratud empiirilised koefitsiendid.
Kui eraldatud aine laigul on teravad piirid, saab laigu pindala määrata gravimeetrilisel meetodil (punkt välja lõigata ja kaaluda), mõõdetuna planimeetriga. See meetod annab vea kuni 10-15%.
Sellel on aga mitmeid olulisi puudusi. Esimene ja kõige olulisem on see, et sel viisil on võimalik määrata värviliste või UV-piirkonnas (254, 366 nm) fluorestsentsi omavate ainete kontsentratsiooni. Seda puudust saab kõrvaldada, lisades sorbendile erinevaid fosforeid, mis suurendab määramisviga.
Võib kasutada ka plaatide töötlemist ilmutusainetega (reagentidega) (näiteks kasutades ilmutusreagendiga immutatud filterpaberit, millele järgneb kontakt kromatograafilise plaadiga ja edasine arendatud aine pindala määramine sellel), kuid ka määramisviga on suur.
Vajadus usaldusväärsema kvantifitseerimise tulemuse järele tingis instrumentaalsete meetodite kasutamise.
Elueerimise meetod. See meetod seisneb selles, et eraldatud aine pestakse sorbendilt lahustiga maha ja selle kontsentratsioon määratakse muude meetoditega - fotomeetrilised, polarograafilised jne. See on üsna täpne meetod, kuid ainult eraldatud aine kvantitatiivse eraldamise tingimusel. Suure töömahukuse tõttu kasutatakse meetodit üsna harva ja see on suure hulga uuritavate proovide puhul vastuvõetamatu.
Fotograafia meetod Määratlus seisneb plaatide pildistamises eraldatud ainega ja edasise mustamise astme määramises disintomeetrite abil.
radiograafiline meetod sarnane fotomeetrilisele, ainult selle erinevusega, et määratakse plaadi mustaks muutumine, mis on põhjustatud eraldunud aine kiirgusest. Seda meetodit kasutatakse ainult märgistatud aatomitega ainete määramisel.
Fotodesüntomeetriline meetod saab kasutada ainet plaadist isoleerimata ja see põhineb mitte ainult täpi pindala, vaid ka selle intensiivsuse määramisel.
See on kõige täpsem meetod ainete kontsentratsiooni määramiseks, kuna see võimaldab kalibreerimisgraafikute abil teha kõigi eraldatud ainete (kuni 2-10%) üsna täpsed kvantitatiivsed määramised otse plaadil lühikese aja jooksul. .
Pole üllatav, et õhukese kihi kromatograafia arenedes suureneb disintomeetrite kasutamine, suureneb tundlikkus ja sellest tulenevalt ka eraldatud ainete kontsentratsiooni määramise täpsus ning läheneb kõrgefektiivse vedelikkromatograafia täpsusele.

Riis. 1. Tüüpiline kamber õhukese kihi kromatograafilise plaadi väljatöötamiseks

1. kaas
2. klaaskamber
3. TLC plaat
4. sorbent
5. proovivõtukoht
6. lahusti

Tüüpiline rasvhapete metüülestrite TLC kromatogramm.

Kromatogrammil KUULUS= rasvhapped metüülestrid = rasvhapete metüülestrid. alustada= eraldatavate segude pealekandmiskoht.

Kromatogramm tehti Sorbfil plaadil. Süsteem on benseen. Manifestatsioon - söestumine pärast väävelhappega pihustamist.

Punkt 1 - rasvhapete metüülestrid. Punkt 2 - üldlipiidide metüülimisproduktid.

Nool on näidatud lahusti frondi (süsteemi) liikumissuund. Lahusti esiosa liikus kromatograafia ajal üles plaadi ülemise servani.

TLC meetodi rakendamine farmaatsias

Kromatograafiliste meetodite suur tähtsus farmaatsia jaoks on tingitud asjaolust, et ravimite tootmisel on paljudel juhtudel vajalik looduslike või sünteetiliste toodete eelnev eraldamine puhtal kujul. Analüüs põhineb sageli ka segude lahutamisel komponentideks. Vaatleme kahte näidet TLC meetodi rakendamisest, mis tõestavad selle olulisust ravimainete analüüsimisel ja tootmisel.

Triterpeensaponiinide kvantitatiivne määramine HPTLC abil, kasutades skaneerivat densitomeetriat

Triterpeensaponiinid (glükosiidid) on paljude ravimite toimeained.

Enamik praegu kasutatavatest triterpeensaponiinide kvantitatiivse määramise meetoditest põhinevad viimaste happelisel hüdrolüüsil koos aglükooni edasise määramisega, enamasti titrimeetrilise, harvemini spektraalanalüüsi meetoditega.

Sarnastel saponiini molekulide hävitamisel põhinevatel meetoditel on mitmeid puudusi. Need on pikad ja ei võimalda kvantitatiivselt hinnata üksikute saponiinide suhet saponiini sisaldavates preparaatides.

Enamasti piirduvad autorid reeglina kvalitatiivse hindamisega, kasutades TLC meetodit, mis on kõige kättesaadavam ja lihtsam kromatograafilise analüüsi meetod. TLC kasutamist komponentide kvantitatiivse sisalduse määramiseks piirab skaneerivate densitomeetrite puudumine.

Käesolevas artiklis esitatakse mõnede triterpeensaponiinide, oleanoolhappe derivaatide, farmatseutilistes preparaatides ja taimsetest materjalidest saadud ekstraktides kvantitatiivse TLC määramise tulemused.

Uurimisobjektideks valiti Mandžuuria araalia (aralosiidid) triterpeensaponiinid. mille kvalitatiivset määramist erinevates objektides on töödes käsitletud, samuti suhkrupeedi triterpeensaponiinid - eelnevalt kindlaksmääratud farmakoloogilise toimega ained. Mõlemad on oleanoolhappe derivaadid väikese (mitte rohkem kui nelja) suhkrujäägi kogusega, mis viitab nende sarnasele käitumisele õhukeses sorbendikihis.

Standardina kasutasime Saparali tablettidest eraldatud aralosiidide ja värskelt koristatud risoomidest eraldatud suhkrupeedi saponiinide summat. Plaadile kandmiseks valmistati saponiinide vesi-alkohoolsed (80% etanooli) lahused viimaste sisaldusega 0,4–2,0 mg/ml. Kromatograafia viidi läbi, kasutades TLC jaoks mõeldud plaate "Silufol" (Tšehhi Vabariik) 15 x 15 cm, "Armsorb" HPTLC jaoks (Armeenia) 6 x 10 cm ja "Sorbfil" (Venemaa) 10 x 10 cm. Täielikuks eraldamiseks piisav esitõusu kõrgus oli vastavalt 10,6 ja 6 cm. Proovid kanti mikrosüstlaga MSH-10 (Venemaa) plaadile, mis oli kuumutatud temperatuurini 40° C. Kasutatud proovi optimaalne maht oli 3–5 μL. Pealekandmine viidi läbi mitmes etapis, nii et alguspunkti läbimõõt oleks ei ületanud 2 mm.

Kromatograafia viidi läbi temperatuuril 20-25 °C. Elueerimise lõpus kuivatati plaadid õhu käes ja töödeldi laboriklaaspihustiga detekteerimisreagendiga. Tsoonide skaneerimiseks kasutati Shimadzu CS-9000" skaneerivat densitomeetrit (Jaapan). Võrreldi kromatograafiaga saadud tsoonide kvaliteeti kolmes enim soovitatud elueerimissüsteemis: I. kloroform - metanool - vesi (30:17:3) : II. n-butanool - etanool - ammoniaak (7:2:5) III. n-butanool - vesi - äädikhape (4:5:1), ülemine kiht IV. benseen - etüülatsetaat (1:1) (eest suhkrusaponiinid peet).

Tuvastamisreagentidena kasutati 25% fosfovolframhappe alkoholilahust (saponiinide karmiinpunased plekid valgel taustal). kõige sagedamini kasutatakse selliste ühendite kvantitatiivseks TLC määramiseks ja fosfomolübdeenhappe 10% alkoholilahust, mida soovitatakse triterpenoidsete tsoonide arendamiseks (saponiini tsoonid on kollasel taustal tumesinised). Plaatide töötlemine ammoniaagi auruga võimaldab viimasel juhul muuta tausta värvi ja suurendada täppide kontrasti.

Läbiviidud uuringute tulemusena valiti densitomeetrilise määramise kromatograafilise protsessi optimaalsed tingimused. "Armsorb" tunnistas HPTLC jaoks parimad kolme tüüpi plaadid. kõrge efektiivsusega Protsessi hõlbustab õhuke (II0 μm) ja homogeense fraktsioonilise koostisega (5-10 μm) silikageeli kiht, mis tagab hea eraldumise ja minimaalse tsoonide hägustumise ka siis, kui lahustifront tõuseb 6 cm võrra.Sorbfil plaadid on eraldusvõime poolest peaaegu sama hea kui neil, kuid elueerimisaeg on neil peaaegu kaks korda pikem. Piisavalt kõrge elueerimiskiirusega plaadid "Silufol" võimaldavad eraldada komponendid suurema kromatograafilise teega, mis põhjustab tsoonide mõningast hägustumist, kuid ka nende kasutamine on võimalik.

Elueerimist saab piisava kvaliteediga läbi viia ükskõik millises esimesest kolmest elueerimissüsteemist. I annab ajavõitu, IV võimaldab saada parema suhkrupeedi saponiinide eraldamise kui esimesed kolm.

Mõlemad tuvastamisreaktiivid annavad tsoonidele üsna stabiilse värvumise, kui skaneerimine toimub 1–2 tunni jooksul alates väljatöötamise hetkest. Pärast seda perioodi muudavad fosfovolframhappega töödeldud plaatide saponiinitsoonid vaarika värvuse lillaks, mis võib skaneerimise ajal põhjustada kvantitatiivse analüüsi tulemuste moonutamist. Sel juhul on eelistatavam ravi fosfomolübdeenhappega. Valguse eest kaitstud kohas hoidmisel andsid selle reagendi poolt välja töötatud tsoonidega plaadid täiesti korratavad tulemused pärast mitu kuud pärast väljatöötamist.

Saponiinide avastamispiir oli fosfovolframhappega arendamisel proovis 5 μg ja fosfomolübdeenhappega arendamisel 0,5 μg proovis. Töötlemine ammoniaagi auruga võimaldas viimasel juhul vähendada saponiinide avastamispiiri 0,2 μg-ni proovi kohta.

Saponiinide kvantitatiivne määramine TLC abil skaneeriva densitomeetria abil viidi läbi Armsorbi plaatidel (kromatograafia kiirus antud juhul oli 2 korda suurem) või "Sorbfil" II ja III elueerimissüsteemis (mis sisaldab vähem toksilisi komponente). Tsoonid tuvastati 10% fosfomolübdeenhappe lahusega. Kasutatava proovi maht ei ole suurem kui 5 μl, eluendi frondi kõrgus on 6 cm, elueerimisaeg 30 - 60 minutit. Skaneerimise lainepikkus λ = 675 nm. Pärast plaatide töötlemist ilmuvad araalia ja suhkrupeedi saponiinid kolme erineva intensiivsusega tsooni kujul.

Skaneerimisel saadud densitogrammide üldvaade on näidatud joonisel fig. üks.

Tablettidest "Saparal" (joonis 1, a) ja "Aralia tinktuura" eraldatud saponiinide kromatogrammide võrdlus (joonis fig. 1,6) võimaldab meil märkida erinevat suhet 44

aralosiidid A, B ja C, mis on osa nendest ravimvormidest. Sarnast varieeruvust üksikute saponiinide vahekorras tooraines, olenevalt taime kasvutingimustest, täheldati ka varem. Saponiinide suhe valmistoodetes annustamisvormid kergesti hinnatav, kasutades saadud densitogramme. Kuna kromatogrammil on vastavalt 3 saponiinidele vastavat tsooni ja densitogrammil kolm piiki, võeti kalibreerimissõltuvuse koostamisel kokku kõigi piikide pindalad. Viga oli sel juhul väiksem kui ühe komponendi piigi parameetrite põhjal tehtud arvutustes, võttes arvesse nende suhte varieeruvust (joonis 2).

Riis. I. TLC-plaatide skaneerimisel saadud densitogrammid: a- Saparali tablettidest eraldatud Aralia saponiinid; 6 - araalia tinktuuri saponiinid; sisse- suhkrupeedi saponiinid. Saponiinide kogusisaldus proovis on 5 μg. A, B, C- saponiinide piigid; 0 - stardijoon; f- Esiliin.

Riis. Joonis 2. Peakon saponiinide pindalade summa kalibreerimise sõltuvus kromatogrammil nende sisaldusest proovis. / - Aralia saponiinid; 2 - suhkrupeedi saponiinid. Abstsissteljel - saponiinide sisaldus proovis (mcg), ordinaatteljel - piikide pindalade summa (cm 2).

Densitogrammil olevate piikide pindalade summa kalibreerimissõltuvus aine sisaldusest proovis saadi teadaoleva saponiinisisaldusega standardlahuste seeria kromatograafiaga. Alglahus valmistati, lahustades 80% etanoolis täpse massi saponiinid, kuivatati konstantse massini. Algse 80% etanooli järjestikuse lahjendamise teel valmistati rida töölahuseid. Saponiinide sisaldus neis oli 0,04-2,0 mg/ml (0,2-10 µg proovis proovimahuga 5 µl). Seda kontsentratsioonivahemikku võib pidada skaneerimiseks optimaalseks. Selle meetodiga määratud minimaalne saponiinide sisaldus on 0,2 µg proovi kohta. Suhteline standardhälve ei ületa sel juhul 0,03.

Saadud kalibreerimissõltuvused on mittelineaarsed, mis on täielikult kooskõlas Kubelka-Munki teooriaga, mis võtab arvesse valguse neeldumist ja hajumist sorbendi poolt. Madalate kontsentratsioonide kitsas vahemikus võib sõltuvusi pidada lineaarseks (0,2–2,0 µg proovi kohta). Kõverate mittelineaarset osa saab lineariseerida, teisendades proovis sisalduva aine koguse ja piigi pindala pöördväärtusteks ja see võtab joonisel fig. 3.

Riis. 3. Saponiinide piikide pindalade summa pöördväärtuse sõltuvus kromatogrammil (1/S 10 -1) nende proovis sisalduva pöördväärtusest (1/m - 10 -1). 1 - Aralia saponiinid; 2 - suhkrupeedi saponiinid.

Saadud kalibreerimissõltuvust kasutades määrati saponiinide sisaldus araaliatinktuuris. 5 ml tinktuuri lahjendati 70% etanooliga 25 ml mõõtekolvis. Saadud lahust kanti 5 μl Armsorb plastansi stardijoonele Kõrvalpunkti kanti 5 μl aralosiidide standardlahust kontsentratsiooniga 1 mg/ml (proovis 5 μg). töödeldud ülalkirjeldatud viisil.

Saadud tulemuste ja PS 42-1647-93 kohase määramise tulemuste (5,3 mg/ml) erinevus oli ülehindamise suunas 6-7%, mis on seletatav saponiinide kadumisega mitmeetapilisel. proovi valmistamine PS järgi (tabel).

Ülalkirjeldatud meetodit kasutati saponiinide määramiseks Saparali tablettides ja taimsetes materjalides (Mandžuuria araalia juured ja suhkrupeedi risoomid) saponiinide esialgse ammendava ekstraheerimisega tablettidest toorainest - 80% kuum etanool. Tablettide (0,040 g) FS 42-1755 - 81 järgi tehtud määramistulemuste kõrvalekalded on samades piirides, mis tinktuuri puhul (tabel).

Seega on näidatud võimalus mõne triterpeensaponiini, oleanoolhappe derivaatide ekspresseerimiseks ravimites ja taimsetes materjalides HPTLC abil ning saadud tsoonide kvantitatiivne hindamine skaneeriva densitomeetria abil.

Määramise tulemused korreleeruvad üsna hästi PS-i määramise tulemustega. See tehnika võimaldab kombineerida preparaatide autentsuse määramist TLC-ga (FS-i abil) plaatidel olevate komponentide tsoonide järgneva skaneerimisega ja nende kvantitatiivse hindamisega. Skaneerimisel saadud kromatogrammid võimaldavad määrata ka üksikute saponiinide vahekorda analüüsitavates objektides.

Aralooside kvantitatiivse määramise tulemused aastalCTofik-Araliast (I) ja tahvelarvutid "Saparal" (2) TGC meetodil, kasutades skaneerivat dsnsptoietrnn /" = 0,95, ja - 5,/=2,78,/=4

MÕNTE PERSONA HIINA LIIKIDE PROOVIDE LIPIIDIDE JA FLAVONOIDIDE KOOSTISE UURING ( Lathyrus .)

Paljudest kaunviljade perekonna esindajatest, nagu lutsern, lupiin, ristik, vikk, on eraldatud flavonoide, millel on lai toimespekter: põletikuvastane, haavade paranemine, veresoonte tugevdamine jne. Punasest ristikust eraldati isoflavoonid: biochaniin A - 0,8% ja formononetiin - 0,78%, millel on östrogeenne toime.

Oleme uurinud flavonoidide koostist teatud perekonna järgu liikidel: ptk külv (I), schlugovaya (II), ptk.

Pidades silmas lipiidide kompleksi võimalikku kasutamist toidulisandid ja ravimpreparaate, uurisime ka muru ja lõua seemnete lipiidide täielikku fraktsioonilist koostist.

materjalid ja meetodid

Lipiidifraktsiooni eraldamine kuivadest toorainetest viidi läbi vastavalt Bligh ja Dyeri meetodile.

Kuiva taimse materjali proovile (0,2 g) lisati 1,6 ml destilleeritud vett ja hoiti ööpäev külmas. Seejärel lisati 6 ml kloroformi ja metanooli (1:2) segu ja jäeti 3 päevaks seisma, seejärel tsentrifuugiti kiirusel 8 tuhat p/min – 15 minutit. Läbipaistvale supernatandile lisati 2 ml vett ja 2 ml kloroformi. Saadud 2-faasiline süsteem eraldati jaotuslehtris. Kloroformi kihti pesti kaks korda metanooliga ja aurustati rotaatoraurustil kuivaks. Jääk kuivatati vaakummeksikaatoris, seejärel lahjendati kloroformiga kontsentratsioonini 10 mg/ml ja lahust säilitati stabiliseeritud kloroformis temperatuuril + 4 °C.

Lipiidifraktsiooni kvalitatiivne analüüs viidi läbi TLC abil Kizelgel 60 (254) plaatidel järgmistes lahustisüsteemides:

A. Neutraalsete lipiidide puhul: 1) heksaan – benseen (9:1); 2) Heksaan - eeter - äädikhape (90:10:1).

B. Polaarsed lipiidid (fosfolipiidid): 1) kloroform - atsetoon - metanool - äädikhape - vesi (6:8:2:2:1), happeline; 2) kloroform - meta-

nol - 26% ammoniaak (65:25:5), aluseline; 3) kloroform - metanool - vesi (65:25:4), neutraalne.

Fosfolipiidide kvalitatiivse koostise määramisel viidi nende identifitseerimine läbi erinevate ilmutite abil (joodiaur, ninhüdriin, Dragendorffi reaktiiv, väävelhape) ja kasutades Rf standarditele.

Ülaltoodud süsteemide ja reaktiivide komplekt võimaldas läbi viia lõuaproovidest eraldatud lipiidifraktsioonide põhjaliku analüüsi.

Flavonoidide koostise uurimiseks, võttes arvesse taimestiku faase, valiti järgmised proovid: I (õitsemise faas); IV (õitsemise faas); III (sotševniku) tärkamise faas; II (õitsemise faas); II (viljafaas); II (taimestiku faas enne õitsemist).

Flavonoidide eraldamine kuivast toorainest viidi läbi meetodil, mis tagab nende ammendava ekstraheerimise.

Selleks pandi 1 g purustatud ürti tagasijooksukolbi, täideti 20 ml 70% etanooliga ja keedeti 20 minutit veevannis. Ekstrakt jahutati, filtriti läbi Schotti klaasfiltri ja aurustati rotaatoraurustil kuivaks. Jääk lahustati etüülalkoholis lõppkontsentratsioonini 10 mg/ml. Flavonoidide üldsisalduse määramiseks kasutati standardina rutiini. Selle uuringu tulemused on toodud tabelis. 3.

Flavonoidide kvalitatiivne koostis määrati TLC abil Mercki Kieselgel 60(254) plaatidel lahustisüsteemis n-butanool - äädikhape - vesi (6:1:2). Detektor - väävelhape UV-l (254 nm) - flavonoidlaigud lilla värvi rohelisel taustal.

Tabel 1

Flavonoidide kogusisaldus erinevat tüüpi hiinlaste tooraines (rohus) (% absoluutselt kuivmassist)

Riis. Joonis 1. Perekonna Chin valitud liikide flavonoidide koostise TLC. C - flavonoidide tunnistajate hulk: ononiin - Rf 0,28; rutiin - R 0,048; luteoliin-glükosiid - Rf 0,58; formononetiin - Rf 0,64; kvertsetiin - Rf0,79: luteoliin - Rf 0,82; biochaniin A - Rf 0,85; apigeniin - Rf 0,92.

Riis. Joonis 2. Niiduheina flavonoidide TLC erinevates vegetatsioonifaasides. IIa - õitsemise faas; IIb - viljafaas: IIc - vegetatsioonifaas enne õitsemist. C - flavonoidide tunnistajate hulk: ononiin - Rf f 0,28; rutiin - Rf 0,48; luteoliin-glükosiid - Rf 0,58; formononetiin - Rf 0,64; kvertsetiin - Rf 0,79; luteoliin - R ( 0,82; biochaniin A - Rf 0,85; apigeniin - Rf 0,92.

Uurides II flavonoidset koostist taimestiku erinevates faasides, täheldati, et ekstraktis on lisaks rutiinile ja kvertsetiinile märgatavas koguses ononiini ja formononetiini. Teisi flavonoide leiti väikestes kogustes.

Seega on näidatud, et erinevates lõuatüüpides, taimestiku erinevates faasides sisalduvad nii glükosiidid kui ka aglükoonid - ononiin, rutiin, luteoliin-glükosiidid ja nende aglükoonid: formononetiin, kvertsetiin ja luteoliini ning nende koostis varieerub sõltuvalt tüübist. taimest ja ühes taimes (niidujärgus) sõltuvalt vegetatsioonifaasist.

tabel 2

Peamiste flavonoidide kvantitatiivne sisaldus perekonna chiny üksikutes esindajates (in %, absoluutselt kuivkaalu järgi)

II-l leiti vegetatiivsel perioodil nii ononiini kui ka formononetiini. Õitsemise ja viljade perioodil väheneb märgatavalt ononiini kogus ja suureneb formononetiini hulk.

Peamiste flavonoidide kvantitatiivne sisaldus uuritud proovides määrati kvantitatiivse TLC abil samadel tingimustel. Selle uuringu tulemused on toodud tabelis. 2.

Nagu tabeli andmetest järeldub. 2, erinevat tüüpi chiny on rikas bloflavonoidide allikas, tänu millele on neil taimedel üks bioloogilise aktiivsuse liike.

Järeldus:

Kaasaegse keemia üks olulisi ülesandeid on orgaaniliste ainete usaldusväärne ja täpne analüüs, mis on sageli sarnase struktuuri ja omadustega. Ilma selleta on võimatu läbi viia keemilisi, biokeemilisi ja meditsiinilised uuringud, sellel põhinevad suuresti keskkonnaanalüüsi ökoloogilised meetodid, kohtuarstlik ekspertiis, aga ka keemia-, nafta-, gaasi-, toiduaine-, meditsiinitööstus ja paljud teised rahvamajanduse sektorid. Siin on toodud vaid väike osa õhekihikromatograafia meetoditest ja tehnikatest. Kuid nagu näete sellest väikesest, on õhukese kihi kromatograafial märkimisväärsed ja tõsised võimalused koos mugavuse ja lihtsusega.